la Universidad Federal de Minas Gerais, Instituto de Ciencias Biológicas, Departamento de Microbiología, Belo Horizonte, MG, Brasil
b Pontificia Universidad Católica del Ecuador, Escuela de Ciencias Biológicas, Centro Neotropical para Investigación de la Biomasa, Colección de Levaduras Quito Católica (CLQCA), Quito, Ecuador
c Centro Federal de Educación Tecnológica de Minas Gerais, Departamento de Química, Belo Horizonte, MG, Brasil
La chicha , un tipo de cerveza elaborada principalmente con maíz o mandioca, es una bebida fermentada tradicional de la región andina. Solo se han realizado unos pocos estudios sobre levaduras asociadas con la fermentación de chicha , y se desconoce la diversidad de especies que se produce durante la producción de esta bebida. El objetivo de este estudio fue determinar la biodiversidad de levaduras en chicha , y caracterizar las Saccharomyces cerevisiae poblaciones asociadas con la producción de chicha de jora , siete granos chicha , chicha de yuca , y la chicha de morocho en el Ecuador. La diversidad molecular de S. cerevisiaelas poblaciones se determinaron por polimorfismo de restricción de perfiles mitocondriales. Las bebidas se caracterizaron en función de sus parámetros fisicoquímicos. Se identificaron 26 especies, y las especies más prevalentes fueron S. cerevisiae y Torulaspora delbrueckii . Otras especies de levadura se aislaron a bajas frecuencias. Entre 121 aislamientos de S. cerevisiae , se identificaron 68 perfiles moleculares de ADNmt diferentes. Estos resultados mostraron que las chichas son fermentadas por una gran cantidad de cepas diferentes de S. cerevisiae . Algunas otras especies aportaron una contribución menor al proceso de fermentación. La chicha presentó parámetros fisicoquímicos generalmente similares a los observados para otras bebidas fermentadas tradicionales, y puede considerarse como una bebida fermentada ácida.
Introducción
La chicha o la cerveza de maíz podrían considerarse la bebida más antigua de América Latina. El nombre chicha posiblemente se origina de la palabra chichab , del idioma original hablado en el territorio actual de Panamá, que significa maíz. Otras teorías sugieren que el nombre se deriva de la palabra Chibcha , una civilización que pobló Colombia y Panamá, o relaciona la palabra chicha con Chichas , una etnia presente en el sur de Bolivia antes del establecimiento de los incas. 1
La chicha es una bebida clara, amarilla y espumosa presente en la región andina y en las regiones bajas de Ecuador, Perú, Bolivia, Colombia, Brasil y Argentina. 2 Esta bebida tradicional se prepara principalmente a partir de maíz, pero actualmente, el nombre se considera genérico y se refiere a una variedad de bebidas, fermentadas o no, preparadas a partir de otros materiales, como la yuca, los frijoles (como el arroz, la avena y la quinua). ) y frutas (como plátanos). En Ecuador, los primeros informes de producción de chicha se remontan al año 200 a. C., antes del establecimiento de los incas en la región. 1 Esta bebida era de gran importancia en las culturas indígenas tradicionales, especialmente en la cultura inca, en la que también estaba vinculada a las ceremonias festivas. 3
En Ecuador, como en el resto de la región andina, la chicha de maíz más común es la chicha de jora ( Fig. 1 ). Esta chicha se prepara a partir del grano de maíz amarillo ( maíz amarillo), que es malteada (germinada y seca). Para la preparación de la malta, los granos se dejan en agua durante un día. Este paso es necesario para lograr la humedad óptima del grano para la germinación. Posteriormente, el agua se drena y el maíz se coloca en cestas de parásitos para germinar durante un período de 13 días. Una vez germinado, el maíz se coloca en esteras de paja o lonas de plástico bajo el sol durante 2 días para que se seque por completo, lo que detiene la actividad enzimática dentro del grano. Después del secado, los granos se muelen y la harina obtenida se usa para la preparación de chicha . Para esto, la harina de jora se agrega al agua fría y luego esta mezcla se transfiere a recipientes con agua caliente y se hierve durante aproximadamente 20min. Después de hervir, la mezcla se cuela y luego se coloca en un recipiente para fermentar. Los recipientes de arcilla, anteriormente utilizados para hervir y fermentar, han sido reemplazados por ollas de aluminio y recipientes de plástico, respectivamente. El grano gastado obtenido después de la filtración se denomina afrecho y sirve como alimento para los animales. Los vasos de fermentación suelen estar abiertos. Por lo general, después de dos días de fermentación espontánea por microorganismos indígenas, la bebida está lista para el consumo. Algunos productores suelen hervir la harina de jora con otros ingredientes, incluida la panela (azúcar morena en trozos sólidos). Otros hacen una mezcla de panela y hierbas y luego agregan esta mezcla a la joraharina y agua. Todavía hay aquellos que agregan trozos de fruta y panela a la bebida, después del filtrado.
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| Figura 1; Chicha de jora (A); Morocho (maíz blanco) (B); Chicha de morocho lista para beber (C); chicha de siete granos (D); mandioca para la producción de chicha de yuca (E); Chicha de yuca lista para beber después de la adición de semillas de la palma Ungurahua (F). |
Se han realizado pocos estudios para identificar las especies de levadura en las chichas . Vallejo y col. 5 Saccharomyces cerevisiae aisladas como la única especie de levadura al final de la fermentación de 10 muestras de chicha de jora recolectadas de 10 "chicherías" tradicionales familiares diferentes en la región de Cusco en Perú. Estos autores sugirieron que esta especie era la principal responsable de la fermentación alcohólica en estas muestras de chicha . Rodríguez y cols. 6 sugieren que Saccharomyces uvarum es responsable de la fermentación tradicional de la chicha de manzana elaborada por las comunidades aborígenes de la Patagonia andina (Argentina y Chile). Mendonza y col.7 mostraron mediante secuenciación de alto rendimiento y enfoques dependientes del cultivo que S. cerevisiae era la especie dominante en una chicha argentina a base de maíz. Otros trabajos sobrefermentación de chicha vincularon poblaciones bacterianas a este proceso. 4,8,9 A pesar del trabajo de Vallejo et al. 5 y Mendonza et al. 7 ,la biodiversidad de levadura asociada con laproducción demaíz y yuca chicha es casi desconocida. En este trabajo, las chichas se venden a granel ( Fig. 1), producidos con diferentes sustratos y diferentes tiempos de fermentación, fueron recolectados en mercados, bares, restaurantes y en pueblos de Ecuador. El objetivo fue determinar la riqueza de especies de levadura y caracterizar las poblaciones de S. cerevisiae asociadas con la producción de esta bebida mediante análisis de ADN mitocondrial de polimorfismo de restricción (ADNmt). Además, se determinaron los parámetros fisicoquímicos de las bebidas.
Materiales y métodos
Muestreo
Cuarenta y dos muestras de chicha se recolectaron de agosto a octubre de 2010 y de abril a septiembre de 2012 en dos regiones de Ecuador: la región amazónica, dentro del Parque Nacional Yasuní ( Provincia de Orellana ) y la región andina, en las provincias de Pichincha , Imbabura y chimborazo . Las muestras incluyeron dos chichas de yuca , 34 chichas de jora , tres de siete grano chichas , y dos chichas de morocho . En estas muestras, la fermentación se consideró terminada por los productores, y la bebida estaba lista para beber. Una muestra de chicha de jorase muestreó durante tiempos de fermentación sucesivos (0–5 días). Las chichas fueron recolectadas en frascos estériles de 100mL, transportado al laboratorio en hielo y procesado el mismo día.
Aislamiento e identificación de levadura
Alícuotas de 25ml de cada chicha se agregaron a 225ml de agua de peptona estéril al 0,1%. Para aislamiento de levadura, 0.1ml de diluciones decimales apropiadas, por triplicado, se extendieron sobre extracto de levadura-extracto de malta (YMA: 1% de glucosa, 0.5% de peptona, 0.3% de extracto de malta, 0.3% de extracto de levadura, 2% de agar y 0.02% de cloranfenicol) y lisina ( 1.17% YCB, 0.056% lisina, 2% agar y 0.02% cloranfenicol) agars. El YMA se utilizó para el aislamiento de levaduras Saccharomyces y levaduras no Saccharomyces, mientras que el agar lisina se utilizó para el aislamiento de levaduras no Saccharomyces . Las placas se incubaron a 25ºC.° C durante 5 días y la densidad de cada morfotipo de levadura diferente se expresó como la media de cada morfotipo en cada muestra en unidades formadoras de colonias (ufc / ml). Colonias representativas de cada morfotipo de levadura diferente de ambos medios de cultivo se purificaron en placas YMA y se conservaron a -80ºC.° C o en nitrógeno líquido para su posterior identificación.
Los aislados de levadura se caracterizaron morfológica y fisiológicamente según Kurtzman et al. 10 Los aislamientos con características morfológicas y fisiológicas idénticas se agruparon y se sometieron a PCR usando las secuencias centrales del cebador (GTG) 5 según lo descrito por Gomes et al. 11 Los aislamientos con patrones de bandas de ADN idénticos se agruparon y tentativamente se consideraron la misma especie. Al menos el 50% de los aislados de levadura de cada grupo molecular se identificaron por secuenciación. La identificación de especies se realizó mediante análisis de secuencia de la región ITS-5.8S y los dominios variables D1 / D2 de la subunidad grande del gen de ARNr como se describió anteriormente. 12-16La secuenciación se realizó directamente a partir de productos de PCR purificados utilizando un sistema de secuenciación automatizado ABI3130 (Life Technologies, EE. UU.). Para la identificación de especies de levadura, las secuencias obtenidas se compararon con las incluidas en la base de datos GenBank utilizando la Herramienta de búsqueda de alineación local básica (BLAST en http://www.ncbi.nlm.nih.gov ).
Polimorfismo de restricción del ADN mitocondrial
La extracción de ADNmt de 121 aislamientos de S. cerevisiae se realizó de acuerdo con la metodología descrita por Querol y Barrio 17 y modificada por Foschino et al. 18 El ADNmt se resuspendió en 25l de TE y se almacena a -20° C. Para la digestión, una mezcla que contiene 10 × tampón (Invitrogen, EE. UU.), 1μL de ARNasa A (Invitrogen, EE. UU.), 1μL de Hinf I (Invitrogen, EE. UU.) y 10μL de ADN (aproximadamente 1500ng) fue utilizado. El volumen se completó con agua desionizada hasta 20μL. Los tubos se incubaron luego a 37ºC.° C para 6h. Los fragmentos de restricción de ADNmt se separaron por electroforesis en un gel de agarosa al 1,5% (Pronadisa, España) en tampón TBE a 80ºC.V para 2h. Los geles se tiñeron con una solución de GelRed (Biotium, EE. UU.) Y se visualizaron y fotografiaron bajo luz ultravioleta (UV).
Análisis fisicoquímicos
Se determinaron los parámetros de pH, azúcares reductores totales y contenido de etanol. La determinación de azúcares reductores totales se realizó mediante la metodología del ácido 3,5-dinitrosalicílico. 19 Los contenidos de etanol, glicerol y ácido láctico y acético se determinaron mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) en un modelo de cromatógrafo Agilent equipado con una columna Rezex ROA (300×7.8mm).
Resultados
Identificación de levadura
Doscientos cincuenta y cuatro aislados de levadura obtenidos de muestras de chicha fueron identificados como pertenecientes a 26 especies. S. cerevisiae fue la especie más frecuente en 33 de 42 muestras de chicha (41 muestras más una muestra recolectada en diferentes momentos), seguida de Torulaspora delbrueckii que se identificó en 18 muestras. Estas dos especies, así como Pichia kudriavzevii , sake Candida , Dekkera bruxellensis , Pichia fermentans y Saccharomycodes ludwigii fueron aisladas de al menos dos tipos de chicha ( Tabla 1) Las otras especies de levadura estaban presentes en un solo tipo de chicha . Se obtuvieron los más altos recuentos de levadura para chicha de jora y siete granos chicha . S. cerevisiae poblaciones han contribuido a los altos recuentos de levaduras en la mayoría de las muestras de Chichas de jora , siete granos chichas , y chichas de yuca . En la mayoría de las muestras que se detectó esta especie, los recuentos de población fueron superiores a 1.0×107ufc / ml. Sin embargo, esta especie no se aisló de dos muestras de chicha de morocho , y T. delbrueckii y S. ludwigii presentaron los recuentos más altos (7.0×106ufc / ml) en esta bebida.
Tabla 1.
Especies de levadura (ufc / ml y número de muestras positivas para cada especie) aisladas de muestras de chicha recolectadas en Ecuador.
| Especies de levadura | Chicha de jora (n=35)a | Seven-grain chicha (n=3) | Chicha de morocho (n=2) | Chicha de yuca (n=2) | |
|---|---|---|---|---|---|
| Candida californica | 4.0×105 (1)b | – | – | – | |
| Candida humilis | 4.7×106 (1) | – | – | – | |
| Candida sake | 1.0×105 (1) | – | 4.0×105 (1) | – | |
| Candida solani | 3.3×105 (1) | – | – | – | |
| Candida sorboxylosa | 3.3×104–4.6×105 (3) | – | – | – | |
| Candida tropicalis | – | – | – | 3.3×104 (1) | |
| 3.3×104 (1) | – | – | – | |
| Candida zeylanoides | 8.6×105 (1) | – | – | – | |
| Dekkera anomala | 3.3×105 (1) | – | – | – | |
| Dekkera bruxellensis | 8.0×105–4.0×106 (2) | 1.6×105 (1) | – | – | |
| blancos Galactomyces | 3.3×104–6.6×104 (2) | – | – | – | |
| Galactomyces geotrichum | 2.0×105–1.0×106 (5) | – | – | – | |
| Hanseniaspora opuntiae | – | – | – | 3.3×104 (1) | |
| Hanseniaspora spp. | 3.3×104–5.2×107 (9) | – | – | – | |
| Kazachstania exigua | 3.3×105–5.6×107 (3) | – | – | – | |
| Kodamaea ohmeri | – | – | – | 3.3×104 (1) | |
| Meyerozyma guilliermondii | 3.33×104 (1) | – | – | – | |
| Pichia fermentans | 1.0×105–1.6×106 (5) | – | 3.3×105 (1) | – | |
| Pichia kluyveri | 6.6×105 (1) | – | – | – | |
| Pichia kudriavzevii | 3.3×105–1.1×107 (2) | 2.6×105–6.6×105 (3) | – | 6.7×104 (1) | |
| Pichia manshurica | – | 6.6×104 (1) | – | – | |
| Rhodotorula mucilaginosa | 3.3×104 (1) | – | – | – | |
| Saccharomyces cerevisiae | 3.3×104–3.8×107 (28) | 3.3×104–5.6×107 (3) | – | 1.5×107–2.1×107 (2) | |
| Saccharomycodes ludwigii | 2.0×105–1.7×106 (2) | – | 7.0×106 (1) | – | |
| Torulaspora delbrueckii | 3.3×104–1.1×107 (14) | – | 3.3×105–7.0×106 (2) | 1.6×105–4.3×105 (2) | |
| hellenicus Zygoascus | 3.3×104 (1) | – | – | – |
a. norte=Número de muestras analizadas.
b. Número de muestras que aisló la especie. Cuando la especie de levadura se aisló en más de dos muestras, los resultados muestran en ufc / ml los recuentos de levadura más bajos y más altos para cada especie.
Se estudió una muestra de chicha de jora durante cinco días de fermentación ( Tabla 2 ). Al comienzo de la fermentación, S. cerevisiae estaba presente en una concentración de 6.6×105ufc / ml, y esta especie permaneció en la bebida hasta el quinto día, momento en que los recuentos fueron de 4,5×106ufc / ml. Otras especies de levadura como T. delbrueckii y Rhodotorula mucilaginosa aparecieron después del tercer día de fermentación.
Tabla 2.
Perfiles de restricción mitocondrial (ADNmt) de las cepas de Saccharomyces cerevisiae aisladas de chicha de jora durante 5 días de fermentación e identificaron especies de levadura en cada momento.
| Días de fermentación | Especies de levadura / recuentos (ufc / ml) | Recuentos poblacionales (ufc / ml) de cada perfil de ADNmt de S. cerevisiae | |||
|---|---|---|---|---|---|
| 1 | 2 | 3 | 4 | ||
| 0 | – | – | – | – | – |
| 1 | Saccharomyces cerevisiae (6.9×105) | 3.3×105 | 3.3×104 | 3.3×105 | – |
| 2 | S. cerevisiae (9,9×104) | 6.6×104 | 3.3×104 | – | – |
| 3 | S. cerevisiae (5.3×10 5 ), Torulaspora delbrueckii (3.3×104) | – | 9.9×104 | 4.3×105 | – |
| 5 | S. cerevisiae (4.5×10 6 ), T. delbrueckii (5.0×10 6 ), Rhodotorula mucilaginosa (3.3×104) | – | – | 2.2×106 | 2.3×106 |
Análisis de poblaciones de S. cerevisiae mediante perfiles de ADNmt de restricción.
Tabla 3.
Parámetros fisicoquímicos de las muestras de chicha y la aparición de los diferentes perfiles de ADNmt de cepas de Saccharomyces cerevisiae en cada muestra.
| Chicha | Días de fermentación | pH | Azúcares reductores totales (g / L) | Glicerol (g / L) | Ácido láctico (g / l) | Etanol (% v / v) | Perfiles de ADNmt de las cepas de S. cerevisiae |
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| yuca | |||||||
| 1 | 1 | 4.15±0.01 a | 34.83±4.51 | 1.40±0.19 | 4.72±1.10 | 2.28 | 33, 35 |
| 2 | 4 | 3.94±0.00 | 7.93±0.03 | 1.34±0.19 | 4.58±2.44 | 3.15 | 33, 34, 35 |
| jora | |||||||
| 3 | 1 | 3.79±0.01 | 12.42±0.14 | 1.12±0.30 | 1.70±0.95 | 1.07 | 36, 37, 38 |
| 4 | 1 | 3.64±0.02 | 9.11±0.09 | 1.27±2.49 | 2.11±3.36 | 1.87 | 41 |
| 5 | 1 | 3.23±0.03 | 6.81±0.13 | 3.35±1.71 | 4.50±2.18 | 5.97 | 57, 58 |
| 6 | 1 | 3.23±0.01 | 20.6±0.11 | 1.99±2.47 | 1.93±1.82 | 2.75 | 59 |
| 7 | 1 | 3.20±0.01 | 6.97±0.07 | – | 2.17±0.76 | – | 11, 12, 13, 16, 31 |
| 8 | 1 | 3.89±0.01 | 6.98±0.14 | – | – | – | 1, 2, 17 |
| 9 | 1 | 3.56±0.02 | 5.78±0.23 | 0.96±0.32 | 2.17±0.74 | 0.65 | 8 |
| 10 | 1 | 3.89±0.01 | 7.19±0.09 | – | 2.46±1.27 | 0.46 | 19, 20, 21 |
| 11 | 1 | 3.87±0.01 | 7.12±0.03 | – | 1.90±0.57 | – | 4, 1, 22 |
| 12 | 1 | 4.13±0.03 | 3.40±0.18 | – | – | – | – |
| 13 | 1 | 3.73±0.02 | 7.26±0.03 | ND b | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | 1, 5 |
| 14 | 1 | 3.62±0.01 | 5.84±0.09 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | 24, 25, 26 |
| 15 | 2 | 3.45±0.00 | 36.24±0.10 | 2.04±1.65 | 3.77±2.92 | 2.76 | 40 |
| 16 | 2 | 3.30±0.00 | 10.08±0.03 | 0.83±0.21 | 3.79±0.42 | 1.21 | 60 |
| 17 | 2 | 3.34±0.02 | 1.63±0.02 | – | 2.23±1.23 | 0.20 | 10 |
| 18 | 2 | 3.88±0.01 | 7.17±0.12 | – | 1.80±1.79 | – | 1, 17, 22, 23 |
| 19 | 2 | 3.47±0.01 | 4.77±0.04 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | – |
| 20 | 3 | 3.55±0.09 | 34.20±1.87 | 2.51±2.91 | 1.94±1.95 | 2.40 | 55 |
| 21 | 3 | 3.24±0.01 | 6.94±0.06 | – | 2.27±0.06 | – | 13, 14, 16, 32 |
| 22 | 3 | 3.68±0.00 | 6.92±0.06 | – | 1.83±2.00 | 0.37 | 5, 18 |
| 23 | 3 | 3.93±0.01 | 6.64±0.06 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | 2, 4, 6 |
| 24 | 4 | 2.84±0.01 | 6.93±0.05 | 1.53±0.58 | 3.74±0.95 | 1.51 | – |
| 25 | 4 | 3.49±0.01 | 6.94±0.03 | 3.65±0.17 | 2.91±0.43 | 3.02 | 8 |
| 26 | 4 | 3.05±0.01 | 6.89±0.04 | 1.80±0.57 | 1.59±0.80 | 1.47 | 9 |
| 27 | 4 | 3.37±0.01 | 1.66±0.19 | – | 3.03±0.62 | – | – |
| 28 | 4 | 3.37±0.01 | 6.97±0.05 | – | 1.95±0.77 | – | 13 |
| 29 | 4 | 3.56±0.02 | 3.31±0.09 | – | 1.95±1.64 | – | – |
| 30 | 5 | 4.04±0.01 | 10.91±0.31 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | 7, 27, 28, 29, 30 |
| 31 | 6 | 4.14±0.00 | 6.56±0.06 | – | – | – | – |
| 32 | 7 | 3.01±0.01 | 7.91±0.07 | – | 3.40±0.95 | 1.71 | 54, 56, 61 |
| 33 | 7 | 3.20±0.01 | 2.65±0.06 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | – |
| 34 | 8 | 2.62±0.00 | 1.86±0.15 | – | 3.51±0.28 | 1.21 | 15 |
| 35 | 8 | 3.02±0.01 | 2.06±0.18 | 2.66±0.42 | 5.88±1.01 | 3.02 | 2, 17 |
| 36 | DAKOTA DEL NORTE | 3.39±0.00 | 16.70±0.59 | 3.38±1.10 | 3.79±1.09 | 4.22 | 2, 39 |
| siete granos | |||||||
| 37 | DAKOTA DEL NORTE | 3.71±0.03 | 14.71±0.62 | 2.59±0.85 | 6.90±2.11 | 2.99 | 42, 43, 44, 45, 46, 47 |
| 38 | DAKOTA DEL NORTE | 3.30±0.01 | 7.48±0.21 | – | – | 0.71 | 62, 63, 64, 65, 66, 67, 68 |
| 39 | DAKOTA DEL NORTE | 3.31±0.00 | 2.76±0.07 | 2.13±1.00 | 6.66±1.03 | 1.98 | 43, 48, 49, 50, 51, 52, 53 |
| morocho | |||||||
| 40 | 1 | 3.79±0.01 | 9.17±0.10 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | – |
| 41 | 2 | 3.84±0.02 | 7.82±0.23 | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | DAKOTA DEL NORTE | – |
b. DAKOTA DEL NORTE=no determinado.
Se identificaron cuatro perfiles diferentes de ADNmt de S. cerevisiae en chicha de jora estudiada durante los cinco días de fermentación ( Fig. 2 ).
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| Figura 2: Patrones de restricción de ADN mitocondrial obtenidos de una muestra de chicha de jora en diferentes momentos de fermentación. Columna: 1: 1escalera de ADN kb; 2–7: perfiles encontrados con 1 día de fermentación (2–4: patrón 1; 5: patrón 2; 6–7: patrón 3); 8–10: perfiles encontrados con 2 días de fermentación (8–9: patrón 1; 10: patrón 2); 11-15: perfiles encontrados con 3 días de fermentación (11-13: patrón 2; 14-15: patrón 3); 16-17: perfiles encontrados con 5 días de fermentación (16: patrón 3; 17: patrón 4). |
Análisis fisicoquímicos
El valor de pH más alto fue 4.15, en la muestra 1 después de 24h de fermentación, y el valor más bajo fue de 2.62, en la muestra 35 después de 8 días de fermentación ( Tabla 3 ). El valor más bajo de azúcares reductores totales fue 1.63g / L y el valor más alto fue 36.24g / L, ambos encontrados en muestras de chicha de jora . La mayor cantidad de glicerol fue 3,65g / L, encontrado en chicha de jora . El contenido de ácido láctico osciló entre 1,59 y 6,90.g / l. No se detectó etanol en 10 muestras de chicha . El valor más alto de etanol fue 5,97 (% v / v) en la muestra 5 de chicha de jora después de 24h de fermentación.
Discusión
Nuestros resultados mostraron que en la mayoría de las muestras de chicha estudiadas, S. cerevisiae era la especie predominante, seguida de T. delbrueckii , P. kudriavzevii , C. sake , D. bruxellensis , P. fermentans y S. ludwigii , pero generalmente a niveles mucho más bajos. cuenta. Todas estas especies de levadura pueden contribuir a la calidad sensorial de la bebida. S. cerevisiae también fue la especie dominante en dos producciones, una chicha de maíz preparada por productores locales de las aldeas Maimará y Tumbaya (región de Quebrada de Humahuaca) en el noroeste de Argentina. 7 Sin embargo, parapsilosis de Candiday una especie de Pichia no descrita fueron la segunda y tercera levaduras más abundantes en estas fermentaciones en Argentina. Vallero y col. 5 aislaron solo S. cerevisiae de muestras de chicha de jora en 10 "chicherías" tradicionales en la región de Cusco en Perú. Estos resultados muestran que el proceso de fermentación asociado con la chicha a base de maíz es realizado por S. cerevisiae y otras especies no Saccharomyces que ocurren en frecuencias menores. Las especies no Saccharomyces encontradas en nuestro estudio pueden aislarse de diferentes sustratos en todo el mundo, incluidas las de los procesos de fermentación para la producción de bebidas. 1,5,20–22El origen de las especies no Saccharomyces asociadas con las muestras de chicha estudiadas podría explicarse por los diferentes procesos de fabricación de estas bebidas. La chicha de jora se prepara de diferentes maneras, empleando una amplia variedad de materias primas con ingredientes adicionales como frutas, hierbas, especias, azúcar morena y azúcar. La chicha de siete granos se produce con siete variedades de harina de maíz y chicha de yuca con pocas materias primas, incluida la yuca y la semilla de la palma Ungurahua . Chicha de morocho, a pesar de que también se fabricó a partir de una amplia variedad de ingredientes, se recolectó en restaurantes en La Mariscal, un distrito de Quito (datos no mostrados), donde la bebida se produjo siguiendo las Buenas Prácticas de Manufactura. Algunos ingredientes utilizados en el proceso de fabricación de chicha , como frutas, hierbas y especias, se agregan después de hervir la harina de jora . Según esta información, las poblaciones de levadura podrían originarse a partir de estos ingredientes utilizados en la preparación de bebidas y de otras fuentes, como manipuladores, utensilios y recipientes utilizados durante el proceso de fermentación.
Un gran número de diferentes perfiles de ADNmt de S. cerevisiae se encontraron asociados con el proceso de producción de chicha en nuestro estudio. La aparición de estos diferentes perfiles de ADNmt de S. cerevisiae asociados con bebidas tradicionales está bien documentada. 21,23,24 Además, la aparición de diferentes cepas durante el proceso de fermentación, como se observó en la chicha de jora estudiada durante los cinco días de fermentación, es muy común en la fermentación espontánea durante la producción de bebidas tradicionales. 21,25,26 Como cada perfil de ADNmt representa una cepa genética diferente de S. cerevisiae, estas cepas podrían estar contribuyendo a diferentes propiedades sensoriales de la bebida. La selección de las mejores cepas de S. cerevisiae para la producción de chicha es interesante, y estos estudios podrían basarse en la diversidad de cepas con diferentes perfiles de restricción de ADNmt que ocurren durante el proceso de fermentación.
Los bajos valores de pH de la chicha estudiada podrían estar asociados con el contenido de ácido, específicamente, los ácidos láctico y acético, producidos durante la fermentación. Estos ácidos orgánicos pueden contribuir negativamente a la calidad sensorial de la bebida, ya que pueden producirse sabores desagradables cuando estos ácidos están presentes en grandes cantidades. 23 Los azúcares reductores totales variaron ampliamente, posiblemente debido al muestreo en diferentes tiempos de fermentación y la diversidad de materias primas utilizadas en la chichapreparación. Esta variación podría estar relacionada con la eficiencia de la comunidad microbiana en la utilización de estos azúcares reductores. El glicerol es un alcohol de gran importancia en las bebidas alcohólicas, ya que proporciona un aroma dulce y contribuye a la viscosidad del producto final. La mayor cantidad de glicerol fue 3,65g / L, encontrado en chicha de jora . Es importante tener en cuenta que el glicerol en grandes cantidades no es deseable porque le da un sabor rancio a la bebida. 27
Altay y col. 28 observaron parámetros fisicoquímicos muy similares a los encontrados en este estudio al estudiar el jugo de shalgam , una bebida no alcohólica fermentada producida a partir de la fermentación láctica de la zanahoria negra. Según los autores, el pH de esta bebida estaba entre 3.15 y 4.25 y los principales productos de fermentación obtenidos fueron ácido láctico (de 5.18 a 8.05g / L), ácido acético (0.57–0.83g / L), etanol (0.79–6.41%) y compuestos aromáticos volátiles. Las bajas concentraciones de etanol presentes en algunas muestras y la presencia de ácido láctico hacen posible la fermentación por bacterias del ácido láctico en lugar de la fermentación alcohólica en mayor escala en estas muestras. Con respecto a la boza , una bebida fermentada por levaduras y bacterias de ácido láctico, el pH varió de 3.16 a 4.63 y el contenido de etanol varió de no detectable a 0.39%. Mendoza y col. 7 reportaron una concentración de etanol de alrededor del 1% en las chichas argentinas a base de maíz , resultado similar a las chichas analizadas en nuestro estudio. Por lo tanto, la chichaLas muestras estudiadas presentaron parámetros fisicoquímicos generalmente similares a los observados para otras bebidas fermentadas tradicionales. Finalmente, las chichas ecuatorianas pueden considerarse bebidas fermentadas ácidas, y las especies de levadura asociadas con su proceso de fermentación deberían contribuir al aroma singular y al sabor único de esta bebida.
Conflictos de interés
Los autores declaran no tener conflictos de intereses.
AGRADECIMIENTOS
Este trabajo fue financiado por el Consejo Nacional para el Desarrollo Científico y Tecnológico ( CNPq - Brasil), la Fundación de Apoyo a la Investigación del Estado de Minas Gerais ( FAPEMIG - Brasil), la Coordinación para la Mejora del Personal de Educación Superior ( CAPES - Brasil), y la Secretaría Nacional de Educación Superior, Ciencia, Tecnología e Innovación (Ecuador).
REFERENCIAS
[1]
F.C.O. Gomes, I.C.A. Lacerda, D. Libkind, C. Lopes, E.J. Carvajal, C.A. Rosa
Alimentos y bebidas tradicionales de América del Sur: comunidades microbianas y estrategias de producción.
Fermentación industrial: procesos alimentarios, fuentes de nutrientes y estrategias de producción, págs. 79-114
[3]
J. Jennings.
La chichera e el patrón: chicha and the energetics of feasting in the prehistoric Andes.
Archeol Pap Am Anthropol Assoc, 14 (2005), págs. 241-259
[4]
A.L. Freire, S. Zapata, J. Mosquera, M.L. Mejia, G. Trueba.
Las bacterias asociadas con la saliva humana son los principales componentes microbianos de las cervezas indígenas ecuatorianas (chicha).
[5]
J.A. Vallejo, P. Miranda, J.D. Flores-Félix, et al.
Las levaduras atípicas identificadas como Saccharomyces cerevisiae por MALDI-TOF MS y la secuenciación de genes son los principales responsables de la fermentación de la chicha, una bebida tradicional del Perú.
Syst Appl Microbiol, 36 (2013), págs. 560-564
[6]
ME Rodríguez, L. Pérez-Través, MP Sangorrín, E. Barrio, A. Querol, CA Lopes.
Saccharomyces uvarum es responsable de la fermentación tradicional de la chicha de manzana en la Patagonia.
FEMS Yeast Nada, 17 (2017), pp. 1-11
[7]
L.M. Mendoza, A. Neef, G. Vignolo, C. Belloch.
Diversidad de levaduras durante la fermentación de la chicha andina : una comparación de la secuenciación de alto rendimiento y los enfoques dependientes de la cultura.
[8]
P. Elizaquível, A. Pérez-Cataluña, A. Yépez, et al.
Enfoques de pirosecuenciación versus cultivos dependientes del cultivo para analizar las bacterias del ácido láctico asociadas a la chicha , una bebida fermentada tradicional a base de maíz del noroeste de Argentina.
Int J Food Microbiol, 198 (2015), págs. 9-18
[9]
C. Puerari, K.T. Magalhães-Guedes, R.F. Schwan.
Caracterización fisicoquímica y microbiológica de la chicha, una bebida fermentada a base de arroz producida por amerindios brasileños de Umutina.
[11]
FC Gomes, SV Safar, AR Marcas, et al .
La diversidad y las actividades enzimáticas extracelulares de levaduras aisladas de tanques de agua de Vriesea minarum , una especie de bromelia en peligro de extinción en Brasil, y la descripción de Occultifur brasiliensis fa, sp. nov.
Antonie van Leeuwenhoek, 107 (2015), págs. 597-611
[12]
TJ White, T. Bruns, S. Lee, J. Taylor.
Amplificación y secuenciación directa de genes de ARNm fúngicos para filogenética.
Academic Press, (1990),
[13]
K. O'Donnell.
Fusarium y sus parientes cercanos.
El holomorfo fúngico: especiación mitótica, meiótica y pleomórfica en la sistemática fúngica, pp. 225-233
[14]
CP Kurtzman, CJ Robnett.
Identificación y filogenia de levaduras ascomicetas a partir del análisis de secuencias parciales de ADN ribosómico de subunidad nuclear grande (26S).
[15]
MAMÁ. Lachance, JM Bowles, WT Starmer, JSF Barker.
Kodamaea kakaduensis y Candida tolerans , dos nuevas especies de levadura ascomiceto de flores de hibisco australiano.
[16]
LH Rosa, ABM Vaz, RB Caligiorne, S. Campolina, CA Rosa.
Hongos endofíticos asociados con la hierba antártica Deschampsia antarctica Desv. (Poaceae)
Polar Biol, 32 (2009), págs. 161-167
[17]
A. Querol, E. Barrio.
Un método rápido y simple para la preparación de ADN mitocondrial de levadura.
[18]
R. Foschino, S. Gallina, C. Andrighetto, L. Rossetti, A. Galli.
Comparación de métodos culturales para la identificación e investigación molecular de levaduras de masa madre para productos horneados dulces italianos.
[19]
GL Miller.
Uso de reactivo de ácido dinitrosalicílico para la determinación de la reducción de azúcar.
Anal Chem, 31 (1959), págs. 426-428
[20]
S. Sefa-Dedeh, AI Sanni, G. Tetteh, E. Sakyi-Dawson.
Levaduras en la elaboración tradicional de pito en Ghana.
World J Microbiol Biotechnol, 15 (1999), págs. 593-597
[21]
F. Badotti, C. Beloch, CA Rosa, E. Barrio, A. Querol.
Caracterización fisiológica y molecular de cepas de Saccharomyces cerevisiae cachaça aisladas de diferentes regiones geográficas de Brasil.
World J Microbiol Biotechnol, 26 (2010), págs. 579-587
[22]
A. Escalante, D.R.L. Soto, J.E.V. Gutiérrez, M. Giles-Gómez, F. Bolívar, A. López-Munguía.
Pulque , una bebida fermentada alcohólica tradicional mexicana: aspectos históricos, microbiológicos y técnicos.
[23]
A. Querol, E. Barrio, D. Ramón.
Dinámica poblacional de cepas naturales de Saccharomyces durante la fermentación del vino.
[24]
P. Romano, A. Capece, L. Jespersen.
Diversidad taxonómica y ecológica de levaduras de alimentos y bebidas.
Levaduras en alimentos y bebidas, pp. 13-53
[25]
K. Jeyaram, JP Tamang, A. Capece, P. Romano.
Marcadores geográficos para cepas de Saccharomyces cerevisiae con orígenes tecnológicos similares domesticados para la producción de bebidas fermentadas étnicas a base de arroz en el noreste de la India.
Antonie van Leeuwenhoek, 100 (2011), págs. 569-578
[26]
JB Paez-Lerma, A. Arias-Garcia, OM Rutiaga-Quinones, E. Barrio, NO Soto-Cruz.
Levaduras aisladas de la fermentación alcohólica de Agave duranguensis durante la producción de mezcal.
Food Biotechnol, 27 (2013), págs. 342-356
[27]
F. Remize, JL Roustan, JM Sablayrolles, P. Barre, S. Dequin.
La sobreproducción de glicerol por cepas de levadura de vino de Saccharomyces cerevisiae modificadas conduce a cambios sustanciales en la formación de subproductos y a una estimulación de la velocidad de fermentación en la fase estacionaria.
[28]
F. Altay, F. Karbancıoglu-Güler, C. Daskaya-Dikmen, D. Heperkan.
Una revisión sobre las bebidas no alcohólicas fermentadas tradicionales turcas: microbiota, proceso de fermentación y características de calidad.
Int J Food Microbiol, 167 (2013), págs. 44-56
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